Pierwotnie sekwencje CRISPR w połączeniu z enzymem Cas9 były rozpowszechnionym w świecie bakterii systemem obrony przed obcym materiałem genetycznym, działającym na zasadzie zbliżonej do wtórnej odpowiedzi immunologicznej.  Narzędzie CRISPR-Cas9  służące edycji genomu bardzo szybko znalazło zastosowanie w  inżynierii genetycznej roślin i zwierząt.

CRISPRs (ang. clustered regularly interspaced palindromic repeat) po raz pierwszy opisane zostały w 1987 r. przez japońskich badaczy jako krótkie, regularnie rozdzielone, powtórzone sekwencje w genomie Escherichia coli. Jednak dopiero nowe tysiąclecie przyniosło wiedzę na temat ich funkcjonowania i możliwości zastosowania. Odkryto, że sekwencje rozdzielające palindromiczne powtórzenia pochodzą od plazmidów i wirusów bakteryjnych. Ponadto wykazano, że w obrębie loci CRISPR kodowane jest białko Cas zawierające domeny pełniące funkcje nukleazy i helikazy. CRISPR-Cas to bowiem adaptacyjny system obrony wykorzystujący antysensowny RNA jako portret pamięciowy minionych inwazji bakteriofagów lub plazmidów. W komórce bakteryjnej specyficzny obcy DNA rozpoznawany jest przez sekwencje homologiczne w rejonie CRISPR (ang. single guide RNA, sgRNA). Kodowany powyżej sekwencji homologicznej dwuniciowy fragment cząsteczki RNA wiąże i stabilizuje białko Cas9, które tnie obie nici docelowego DNA tuż za flankującym je krótkim fragmentem PAM, jak to przedstawiono na obrazku.

Znajomość sekwencji CRISPR pozwala między innymi na poszukiwanie i dopasowanie naturalnie występujących bakteriofagów specyficznych dla danego gatunku bakterii. System ten ma także ogromny potencjał aplikacyjny. Pierwsze zastosowanie w branży biotechnologicznej dotyczyło przemysłu mleczarskiego, w którym naturalny system CRISPR-Cas bakterii mlekowych wykorzystano do immunizacji bakterii przeciwko bakteriofagom.

Zasada działania systemu jest także niezwykle cenna z punktu widzenia inżynierii genetycznej, co bardzo szybko wykorzystano w naukach biologicznych. Przy pomocy dowolnych zmian w obrębie 20-nukleotydowych komplementarnych  sekwencji RNA regionu CRISPR kompleks Cas może być kierowany w potencjalnie każde miejsce w genomie. System ten umożliwia przeprowadzanie delecji, insercji, modyfikacji i przemieszczania sekwencji DNA, a także regulacji transkrypcji i modyfikacji RNA.

Na wykorzystanie systemu zdecydowali się między innymi Valentino Gantz i Ethan Bier z Uniwersytetu w Kalifornii, San Diego. Gantz, pracując z muszką owocową, chciał w praktyczny sposób przyspieszyć proces otrzymania mutantów ukazujących cechy recesywne, konkretnie utratę pigmentacji podobną do albinizmu. Według mendlowskich zasad dziedziczenia, tylko jedna z czterech potomnych much pochodząca z krzyżówki mutanta i typu dzikiego przejawia tę recesywną cechę, sprzężoną z chromosomem X. Otrzymanie wielokrotnych mutantów jest praco- i czasochłonne oraz wymaga krzyżowania z sobą wybranych osobników w kolejnych pokoleniach.

Aby stworzyć podwójnego mutanta w pojedynczym procesie, Gantz wykorzystał kasetę CRISPR niosącą zmutowany gen, którą dodatkowo wyposażył w sekwencje flankujące docelowe locus. W ten sposób, raz wprowadzony do chromosomu kompleks CRISPR-Cas9 edytował jednocześnie obie kopie genu w auto-katalizującym się procesie. To, co uzyskał po skrzyżowaniu tak otrzymanego mutanta z typem dzikim, było dalekie od jego oczekiwań. Zamiast 25 % mutantów, wszystkie potomne muchy były barwy jasnożółtej. Wprowadzona modyfikacja okazała się być utrwalonym w linii zarodkowej napędem genowym, który ignorując zasady dziedziczenia, pozwolił na natychmiastową transmisję mutacji wśród 97 % potomnej populacji. Zjawisko to opisano jako tzw. łańcuchową reakcję mutagenną (ang. mutagenic chain reaction, MCR)

- Byliśmy oszołomieni – mówi Ethan Bier, opiekun naukowy Gantz’a. – To było tak, jakby słońce wzeszło na zachodzie zamiast wschodzie.

Na takim poziomie skuteczności modyfikację teoretycznie można zastosować także u innych owadów, np. komarów przenoszących zarodźce malarii. Jeden osobnik wyposażony w zmodyfikowany gen blokujący przenoszenie pasożytów mógłby w ten sposób przekazać mechanizm oporności na malarię całej populacji w czasie jednego sezonu.

Obawy co do opublikowanego niedawno odkrycia wyraża George Church, genetyk z Harvard Medical School w Bostonie, lider w dziedzinie wykorzystania CRISPR-Cas. Według badacza, to krok za daleko, ponieważ na chwilę obecną nie istnieją skuteczne zabezpieczenia chroniące przed nieograniczonym rozprzestrzenianiem się niepożądanych mutacji. Jak dotąd, muchy przetrzymywane są w 3-warstwowych pojemnikach, w zamkniętych pomieszczeniach otwieranych odciskiem palca.

Publikacja rozpoczęła naukową debatę na temat kontrowersyjnego zastosowania systemu. Nie zważając na głosy krytyki, naukowcy z Uniwersytetu w Kalifornii zapowiadają stworzenie „super komara” przed końcem bieżącego roku.