Biotechnologia.pl
łączymy wszystkie strony biobiznesu
Aktywność fizyczna a geny część II – układ sercowo-naczyniowy
Aktywność fizyczna a geny część II – układ sercowo-naczyniowy
W części pierwszej cyklu „Aktywność fizyczna a geny” zostały opisane zmiany adaptacyjne - polegające na zmianie ekspresji genów przy udziale regulacji epigenetycznej - w mięśniach szkieletowych jako odpowiedź na wysiłek fizyczny. Jednak ćwiczenia fizyczne to nie tylko mięśnie szkieletowe, ponieważ organizm bez sprawnych innych układów m. in. układu sercowo-naczyniowego, niewiele jest w stanie zdziałać. Wysiłek zarówno tlenowy (wytrzymałościowy), jak i beztlenowy (oporowy) wpływa na ten układ, jednakże z różnym skutkiem. Zmiany adaptacyjne w układzie krążenia polegają np. na obniżeniu ciśnienia tętniczego krwi, zahamowaniu rozwoju miażdżycy, a także mają wpływ na serce – trening wytrzymałościowy prowadzi do obniżenia częstotliwości skurczowej serca, natomiast wysiłek oporowy powoduje przerost kardiomiocytów. Przyjrzyjmy się zatem wspomnianym zmianom adaptacyjnym pod kątem regulacji ekspresji genów odpowiedzialnych za ten stan.

 

Naczynia krwionośne

Niestety wciąż mało jest badań potwierdzających jednoznacznie postulowane epigenetyczne mechanizmy adaptacyjne w układzie krążenia. Jednak, jak wykazały badania na szczurach, duży wpływ na angiogenezę oraz obniżenie ciśnienia tętniczego krwi ma miRNA. MiR-126 jest uważane za specyficzne dla śródbłonka naczyń [1] - wykazano jego wpływ m. in. na śródbłonkowy czynnik wzrostu (VEGF) oraz czynnik wzrostu fibroblastów (FGF). Podczas tlenowego wysiłku fizycznego zaobserwowano wzrost ekspresji miR-126 w sercu, co ściśle koreluje ze wzrostem stymulowanej wysiłkiem angiogenezy poprzez wpływ na VEGF związany ze szlakami kinazy aktywowanej mitogenami (MAPK) i kinazy 3-fosfatydyloinozytolu (PI3K).

Podczas badań zaobserwowano, iż zwiększona ekspresja miR-126 indukowana tlenowym wysiłkiem zmniejsza ekspresję wewnątrzkomórkowego inhibitora czynnika wzrostowego komórek endotelium (Spred-1) i podjednostki regulacyjnej 2 kinazy 3-fosfatydyloinozytolu (PI3KR2) ułatwiając działanie ścieżek sygnałowych angiogenezy.

Zmniejszona ekspresja Spred-1 wpływa na szlak sygnałowy MAPK związany ze zwiększoną ekspresją białka Raf-1 oraz fosforylacją kinazy regulującej sygnały zewnątrzkomórkowe ½ (ERK1/2). Zmniejszenie ekspresji miRNA dla PI3KR2 w odpowiedzi na wysiłek tlenowy było natomiast związane ze wzrostem ekspresji PI3K, ufosforylowanej kinazy proteinowej Akt, syntazy tlenku azotu (eNOS) oraz ufosforylowanej eNOS.

Ponadto za pozytywną regulację eNOS odpowiada kinaza aktywowana adenozyno monofosforanem (AMPK), kinazą proteinowej AKT oraz kinazą proteinową A (PKA). Natomiast ERK1/2 jest inhibitorem eNOS[16]. 

Wysiłek fizyczny powoduje wzrost stosunku AMP/ATP, aktywując AMPK. Indukowana siłowym wysiłkiem ekspresja insulino-podobnego czynnika wzrostu I (IGF-I) aktywuje szlak AKT zarówno w mięśniach szkieletowych, jak i komórkach śródbłonka aktywując następnie eNOS [16].

Okazało się, że wysiłek fizyczny pobudza angiogenezę - zarówno w sercu zdrowym, jak i chorym – proporcjonalnie do ciężkości treningu. Poza tym miR-126 hamuje ekspresję cząsteczek adhezji komórkowej i przyczynia się do ujemnej regulacji receptorów śródbłonkowych dla integryn, dzięki czemu zakłóca diapedezę, czyli przyleganie i przechodzenie leukocytów przez śródbłonek naczyń. Wykazano również, że knockdown genowy miR-126 u myszy powoduje krwotoki, utratę integralności naczyniowej oraz wady proliferacji śródbłonka i angiogenezy – podobne działanie wykazuje nadekspresja Spred-1 [1].

Wytrzymałościowy trening fizyczny, jak wspomniano, wpływa na enzym śródbłonkową syntazą tlenku azotu (eNOS), której produktem jest tlenek azotu (NO). NO następnie przenika do warstwy mięśniowej naczyń, gdzie aktywuje kolejny enzym cyklu – cyklazę guanylową (cGC). Produkt reakcji - cykliczny guanozynomonofosforan (cGMP) - powoduje obniżenie napięcia mięśni gładkich naczyń. NO wpływa także na wzrost elastyczności naczyń poprzez obniżenie syntezy kolagenu typu I i III, a więc modyfikację składu macierzy zewnątrzkomórkowej.

Poza związkiem eNOS z ekspresją miR-126 w badaniach in vitro zaobserwowano także ujemną korelację z ekspresją miR-155[3,4]. Udowodniono, że eNOS jest kierowana przez miR-155. Ponadto, w miażdżycy miR-155 ulega znaczącej nadekspresji przy udziale czynników zapalnych aktywujących jądrowy czynnik κB (NF-κB), aktywator białka-1 oraz kinazę Rho. Interesujący jest także fakt, iż anty-miR-155, statyny (inhibitory enzymu 3-hydroksy-3-metyloglutarylo-CoA) oraz inhibitory kinazy Rho chronią przed wzrostem ekspresji miR-155 powodując utrzymanie produkcji NO i rozkurcz naczyń.

Co ciekawe, eNOS  - poza opisywanym powyżej, klasycznym działaniem  - wpływa także na regulację telomerazy. W badaniach [14] wykazano, że aktywna eNOS wspólnie z receptorem estrogenowym (ER) tworzy kompleks eNOS-ER produkujący NO, który jest wymagany do działania estrogenowej regulacji telomerazy. Wykazano, że inhibicja syntezy NO wpływa na obniżenie aktywności odwrotnej transkryptazy ludzkiej telomerazy (hTERT) i pozytywnego wpływu estrogenów na stymulowanie telomerazy w komórkach śródbłonka oraz ma działanie przeciwmiażdżycowe. Za aktywację eNOS przez estrogeny odpowiada 3-kinaza fosfatydyloinozytolu (PI3K), regulując sygnalizację AKT-eNOS. Ponadto zaobserwowano, że szlak PI3K-AKT także wpływa pozytywnie na hTERT w obecności śródbłonkowego czynnika wzrostu naczyń (VEGF).

Jak zaobserwowano, kompleks eNOS-ER kolokalizuje się w jądrze komórkowym, gdzie przyłącza się do miejsca wiążącego estrogeny na promotorze genu hTERT - wpływając w ten sposób na jego transkrypcję. Ponadto istnieją dowody wskazujące na udział modyfikacji epigenetycznej histonu H3 na promotorze hTERT powodując udostępnienie genu dla enzymów transkrypcyjnych. Prawdopodobny jest także mechanizm inhibicji HDAC2 przy udziale NO, który został opisany w stosunku do neuronalnej syntazy tlenku azotu (nNOS), ale może mieć także odzwierciedlenie w eNOS [15]. 

 

Serce

Podstawowym mechanizmem adaptacyjnym mięśnia sercowego do regularnego wysiłku fizycznego jest przerost, który w zależności od rodzaju wykonywanego treningu można podzielić na koncentryczny (związany z wysiłkiem oporowym) oraz ekscentryczny (związany z wysiłkiem wytrzymałościowym).

Przerost koncentryczny, podobnie jak przerost mięśni szkieletowych, wiąże się ze zwiększeniem grubości ścian serca w odpowiedzi na przeciążenie ciśnieniowe, które jest skutkiem wzrostu ciśnienia związanego z treningiem. Prowadzi to do zwiększenia ilości sarkomerów oraz zmniejszenia objętości końcoworozkurczowej serca. Podobny przerost jest także czasem obserwowany w stanach patologicznych np. nadciśnieniu tętniczym oraz u sportowców stosujących sterydy anaboliczne. Co ciekawe, przerost koncentryczny jest także związany z treningiem wytrzymałościowym podczas stosowania sterydów [6].

Przerost ekscentryczny zaś jest związany ze wzrostem rzutu serca i powrotu żylnego, którego skutkiem jest przeciążenie objętościowe i odśrodkowy przerost lewej komory serca. Charakterystyczny jest rozrost szeregowy sarkomerów skutkujący zwiększeniem długości kardiomiocytów [6]. 

W badaniach wykazano, że pierwszym czynnikiem pobudzającym przerost mięśnia sercowego jest aktywacja kinazy PI3K przez zwiększoną ekspresję insulinopodobnego czynnika wzrostu (IGF-1). Ponadto wykazano korelację pomiędzy ekspresją miR-133 i miR-1, a indukowanym ćwiczeniami przerostem serca. Obniżenie ekspresji miR-133 powoduje w mięśniu sercowym znaczny wzrost syntezy białka oraz ekspresję genów płodowych. Natomiast miR-1 działa w przeciwnym kierunku – wzrost ekspresji powoduje spadek syntezy białka i ekspresji genów płodowych. Za to działanie odpowiedzialne są prawdopodobnie RhoA, Cdc42 oraz Whsc2, których regiony RNA 3’ są komplementarne do miR-133 i nie ulegają translacji [8].

Natomiast IGF-1 i IGF-1R są celem miR-1, co powoduje blokadę przerostu mięśnia sercowego. Wykazano ponadto, że aktywacja IGF-1 hamuje aktywność Foxo3a – czynnika transkrypcji miR-1 – za pośrednictwem szlaku AKT zależnego [9] oraz fosforylowanej formy eNOS, dzięki czemu pobudza aktywność telomerazy w komórkach mięśnia sercowego [16].

Według ostatnich badań istnieją także przesłanki, że miR-1 wraz z czynnikiem transkrypcyjnym Tbx3 oraz czynnikiem wyciszającym NRSF powodują obniżenie ekspresji kanału aktywowanego hiperpolaryzacją, bramkowanego przez cykliczne nukleotydy (HCN4). W wyniku opisanego mechanizmu następuje spadek wolnego prądu dokomórkowego sodowo-potasowego (If), którego aktywność jest regulowana potencjałem elektrycznym oraz stężeniem cAMP, powodując obniżenie częstości rytmu serca opisywanego w literaturze jako bradykardia sportowców [10,11]. Podczas wysiłku układ adrenergiczny poprzez kinazę cyklicznych nukleotydów wpływa na wzrost cAMP powodując przyspieszenie rytmu serca, układ przywspółczulny działa antagonistycznie, powodując podczas spoczynku spadek cAMP i spadek rytmu serca poprzez obniżenie progu aktywacji wspomnianych kanałów.

Ciekawy jest fakt, że w badaniach zaobserwowano wpływ miRNA na włóknienie mięśnia sercowego poprzez zmniejszenie ekspresji genów dla kolagenu I i III, które są celem miR-29 [12], a także przy udziale miR-222 - hamującego geny związane z proliferacją i przerostem kardiomiocytów – inhibitor cyklu komórkowego p27, białko zawierające homeobox 1, homeodomeny oddziałujące na kinazy proteinowe 1.

Ponadto wykazano korelację pomiędzy osią renina-angiotensyna-aldosteron (RAA), a fizjologiczną hipertrofią mięśnia sercowego. MiR-27a i -27b indukowany aerobowym treningiem oddziałuje na gen enzymu konwertującego angiotensynę (ACE) powodując inaktywację klasycznej drogi RAA, co przyczynia się do fizjologicznego przerostu. Ponadto obserwowano obniżenie poziomu miR-143 oddziałującego na ACE2. Skutkiem tych oddziaływań jest aktywacja nieklasycznej osi ACE2-angiotensyna (1-7) wpływająca na hipertrofię serca oraz wzrost stosunku Ang(1-7)/AngII [7,12].

W badaniach obserwowano także związki pomiędzy hipertrofią mięśnia sercowego, a miR-26a (związany z sygnalizacją IGF-1/PI3K), miR-150 (związany  z kinazą-3 syntazy glikogenu), miR-21 i miR-144, miR-145 (regulujące szlak PI3K/Akt/mTOR), miR-124 (oddziałujący na PI3K) [12].

Niedawne badania sugerują korelację pomiędzy spowodowanym treningiem spadkiem miR-214 a wzrostem ekspresji Ca2+ ATPazy retikulum endoplazmatycznego (SERCA2A) powodując wzrost kurczliwości mięśnia sercowego poprzez zwiększony wychwyt Ca2+ w retikulum endoplazmatycznym [13].

 

Opisane powyżej zależności pomiędzy wysiłkiem fizycznym a układem sercowo-naczyniowym pozwalają po raz kolejny na wysuniecie wniosku, że szeroko pojęty ruch to zdrowie (do takich samych wniosków doszedłem pisząc pierwszą część cyklu). Zwłaszcza trening aerobowy, który zmniejsza ryzyka zawałów serca, poprawia natlenienie mięśnia sercowego (poprzez zmniejszenie częstości rytmu serca) oraz efektywność jego pracy w związku ze zwiększonym rzutem serca. Ponadto pozwala na obniżenie ciśnienia tętniczego naturalnymi sposobami niefarmakologicznymi.

To jeszcze nie koniec dobroczynnego działania ćwiczeń na nasz organizm. W kolejnej części cyklu „Wysiłek fizyczny a geny” zostanie opisany wpływ zmian epigenetycznych na kolejne układy i narządy organizmu ludzkiego.

 

Łukasz Głowacki 

Źródła

1. DA Silva ND Jr, Fernandes T, Soci UP, Monteiro AW, Phillips MI, DE Oliveira EM. „Swimming training in rats increases cardiac MicroRNA-126 expression and angiogenesis”. Med Sci Sports Exerc. 2012 Aug;44(8):1453-62. doi:10.1249/MSS.0b013e31824e8a36.

 

2. Neves VJ, Fernandes T, Roque FR, Soci UP, Melo SF, de Oliveira EM. „Exercise training in hypertension: Role of microRNAs”. World J Cardiol. 2014 Aug 26;6(8):713-27. doi:10.4330/wjc.v6.i8.713.

 

3. Sun HX, Zeng DY, Li RT, Pang RP, Yang H, Hu YL, Zhang Q, Jiang Y, Huang LY, Tang YB, Yan GJ, Zhou JG. „ Essential role of microRNA-155 in regulating endothelium-dependent vasorelaxation by targeting endothelial nitric oxide synthase”. Hypertension. 2012 Dec;60(6):1407-14. doi: 10.1161/HYPERTENSIONAHA.112.197301.

4. Shi L, Fleming I. „One miR level of control: microRNA-155 directly regulates endothelial nitric oxide synthase mRNA and protein levels”. Hypertension. 2012 Dec;60(6):1381-2. doi:10.1161/HYPERTENSIONAHA.112.203497.

 

5. Zimmer P, Bloch W. „Physical exercise and epigenetic adaptations of the cardiovascular system”. Herz. 2015 May;40(3):353-60. doi:10.1007/s00059-015-4213-7.

 

6. T. Fernandes, U.P.R. Soci and E.M. Oliveira. „Eccentric and concentric cardiac hypertrophy induced by exercise training: microRNAs and molecular determinants”. Braz J Med Biol Res, September 2011, Volume 44(9) 836-847 doi: 10.1590/S0100-879X2011007500112

 

7. Fernandes T, Hashimoto NY, Magalhães FC, Fernandes FB, Casarini DE, Carmona AK, Krieger JE, Phillips MI, Oliveira EM. „Aerobic exercise training-induced left ventricular hypertrophy involves regulatory MicroRNAs, decreased angiotensin-converting enzyme-angiotensin ii, and synergistic regulation of angiotensin-converting enzyme 2-angiotensin (1-7)”. Hypertension. 2011 Aug;58(2):182-9. doi:10.1161/HYPERTENSIONAHA.110.168252

 

8. Carè A, Catalucci D, Felicetti F, Bonci D, Addario A, Gallo P, Bang ML, Segnalini P, Gu Y, Dalton ND, Elia L, Latronico MV, Høydal M, Autore C, Russo MA, Dorn GW 2nd, Ellingsen O, Ruiz-Lozano P, Peterson KL, Croce CM, Peschle C, Condorelli G. „MicroRNA-133 controls cardiac hypertrophy”. Nat Med. 2007 May;13(5):613-8. Epub 2007 Apr 29.

 

9. Elia L, Contu R, Quintavalle M, Varrone F, Chimenti C, Russo MA, Cimino V, De Marinis L, Frustaci A, Catalucci D, Condorelli G. „Reciprocal regulation of microRNA-1 and insulin-like growth factor-1 signal transduction cascade in cardiac and skeletal muscle in physiological and pathological conditions”. Circulation. 2009 Dec 8;120(23):2377-85. doi:10.1161/CIRCULATIONAHA.109.879429

 

10. Alicia D’Souza, Annalisa Bucchi, Anne Berit Johnsen, Sunil Jit R.J. Logantha, Oliver Monfredi, Joseph Yanni, Sukhpal Prehar, George Hart, Elizabeth Cartwright, Ulrik Wisloff, Halina Dobryznski, Dario DiFrancesco, Gwilym M. Morris & Mark R. Boyett. „Exercise training reduces resting heart rate via downregulation of the funny channel HCN4”. Nature Communications 5, Article number: 3775 (2014) doi:10.1038/ncomms4775

 

11. DiFrancesco D1, Borer JS. „The funny current: cellular basis for the control of heart rate”. Drugs. 2007;67 Suppl 2:15-24.

12. Fernandes T, Baraúna VG, Negrão CE, Phillips MI, Oliveira EM. „Aerobic exercise training promotes physiological cardiac remodeling involving a set of microRNAs”. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2015 Aug 15;309(4):H543-52. doi:10.1152/ajpheart.00899.2014.

 

13. Stéphano Freitas Soares Melo, Valério Garrone Barauna, Miguel Araújo Carneiro Júnior, Luiz Henrique Marchesi Bozi, Lucas Rios Drummond, Antônio José Natali, Edilamar Menezes de Oliveira. „Resistance Training Regulates Cardiac Function through Modulation of miRNA-214”. Int. J. Mol. Sci. 2015, 16, 6855-6867; doi:10.3390/ijms16046855.

 

14. Grasselli A, Nanni S, Colussi C, Aiello A, Benvenuti V, Ragone G, Moretti F, Sacchi A, Bacchetti S, Gaetano C, Capogrossi MC, Pontecorvi A, Farsetti A. „Estrogen receptor-alpha and endothelial nitric oxide synthase nuclear complex regulates transcription of human telomerase”. Circ Res. 2008 Jul 3;103(1):34-42. doi: 10.1161/CIRCRESAHA.107.169037.

 

15. Riccio A, Alvania RS, Lonze BE, Ramanan N, Kim T, Huang Y, Dawson TM, Snyder SH, Ginty DD. „A nitric oxide signaling pathway controls CREB-mediated gene expression in neurons”. Mol Cell. 2006 Jan 20;21(2):283-94.

 

16. Lang PF, Fröhlich K. (2016) „The influence of physical exercise and sports on telomere length - A model for telomere length and telomerase activity regulation based on a comparative assessment of literature”. PeerJ Preprints 4:e1965v1 doi:10.7287/peerj.preprints.1965v1

 

KOMENTARZE
Newsletter