W dalszych badaniach ustalono, że wszystkie próbki trującej mączki były silnie zaatakowane przez grzyby pleśniowe, zidentyfikowane jako Aspergillus flavus. Angielskim badaczom udało się wyizolować z toksycznej mączki orzechowej substancję krystaliczną, która wywoływała u jednodniowych kacząt charakterystyczne uszkodzenia wątroby. Od Aspergillus flavus truciznę nazwano aflatoksyną (Aspergillus flavus toxin). Okazało się również, że aflatoksyny obejmują wiele substancji o podobnej budowie, lecz różnej toksyczności. Obecnie przyjmuje się, że do tworzenia aflatoksyn zdolne są tylko grzyby pleśniowe z grupy A. flavus. Zalicza się do niej: A. flavus, A. parasiticus i obydwie odmiany A. flavus var columnaris i A. parasiticus var globosus. Ponadto opisano w literaturze wiele dalszych gatunków Aspergillus, a także przedstawicieli rodzaju Penicillium, Mucor oraz Rhizopus mogących tworzyć aflatoksyny.
Synteza aflatoksyn zachodzi na drodze przemian zachodzących wewnątrz komórki grzyba. Szlak biosyntezy aflatoksyn obejmuje co najmniej 23 reakcje katalizowane przez enzymy. Dotychczas udało się oznaczyć około 15 półproduktów tych reakcji. Badania genetyczne nad mechanizmem syntezy aflatoksyn przez A. flavus i A. parasiticus pozwoliły na sklonowanie 29 genów odpowiedzialnych za powstawanie enzymów niezbędnych w tym szlaku metabolicznym.
Aflatoksyny wykazują silne działanie hepatotoksyczne, cytotoksyczne, teratogenne (powodują powstanie potworkowatości płodów) oraz kancerogenne. Istnieją także doniesienia o ich działaniu immunosupresyjnym. Na ich działanie narażone są szczególnie: zwierzęta laboratoryjne, ptactwo hodowlane, ryby a zwłaszcza pstrągi. Wrażliwość na aflatoksyny jest większa u osobników męskich, co być może związane jest z działaniem testosteronu w większym stężeniu niż u samic. Jednocześnie przeprowadzone badania pozwoliły ustalić, że człowiek jest stosunkowo oporny na działanie tych związków. Mimo to aflatokysna B1 uznawana jest jako czynnik kancerogenny klasy 1.
Aflatoksyny wchłaniane są głównie przez przewód pokarmowy. Ich największe ilości stwierdzono w wątrobie, chodź pozostałości tych związków odnajdywano również w nerkach, mięśniach i tkance tłuszczowej. Przyjmowane w większych ilościach powodują wystąpienie toksyczności ostrej, której objawami mogą być: utrata apetytu, spadek masy ciała, zaburzenia nerwowe, zżółknięcia błon śluzowych oraz konwulsje.
Dopuszczalną zawartość aflatoksyn w produktach spożywczych na terenie Polski regulują normy: PN-R-6475-7 z 1994 roku oraz Rozporządzenia Komisji (WE) : Nr 1881/2006 z dnia 19 grudnia 2006 roku, Nr 466/2001 z dnia 8 marca 2001 roku i Nr 856/2005 z dnia 6 czerwca 2005 roku. Zgodnie z nimi poziom zwartości aflatoksyn w pszenicy nie powinien przekraczać 2 μg/kg masy, natomiast dla jęczmienia i kukurydzy ustalono granicę w wysokości 20 μg/kg. WHO (Światowa Organizacja Zdrowia) zezwala na obrót produktami spożywczymi zawierającymi aflatoksyny w ilości nie większej niż 30 μg/kg masy. Mimo to wiele krajów przyjęło bardziej rygorystyczne kryteria. Wielka Brytania, Kanada czy Holandia dopuszczają do obrotu produkty, w których znajduje się nie więcej niż 5 μg/kg aflatoksyny B1, natomiast Stany Zjednoczone oraz Szwajcaria dyskwalifikują żywność zawierającą jakiekolwiek ilości aflatoksyn.
Ponieważ badania wykazały, że aflatoksyna M1 może przetrwać warunki pasteryzacji, w wielu krajach ustala się oddzielne normy dla jej zawartości w produktach mlecznych. W Tajwanie i USA poziom AFM1 powinien wynosić poniżej 0,5 μg/L, przy czym przepisy Tajwanu zastrzegają, że związek ten nie powinien być wykrywany w produktach spożywczych przeznaczonych dla niemowląt przy użyciu standardowych metod badawczych. Unia Europejska natomiast określiła tolerancję dla aflatoksyny M1 na poziomie 0,05 μg/L oraz 0,025 μg/L w preparatach dla niemowląt oraz specjalnej żywności dietetycznej. Plany Unii Europejskiej zakładają redukcję tego związku do około 0,01 μg/kg w produktach mlecznych.
Opracowano wiele metod umożliwiających ocenę zarówno jakościową jak i ilościową aflatoksyn w produktach spożywczych. Najczęściej stosowane to chromatografia cienkowarstwowa, chromatografia cieczowa, metody wykorzystujące fluorescencje oraz immunodetekcję. Połączenie chromatografii cienkowarstwowej z właściwościami fluorescencji aflatoksyn znacznie zwiększa czułość ich detekcji nawet do 0,1 ng. Do wykrywania aflatoksyn wykorzystuje się enzymy- przy użyciu testu immunoadsorpcyjnego (ELISA). Metoda ta pozwala na oznaczenie stężeń nawet do 0,01 μg/L. Jednak wiarygodność testu może być zakłócona w wyniku reakcji krzyżowych (zwłaszcza przy stężeniach poniżej 0,05 μg/L). Obiecującym testem wykrywalności aflatoksyn może być test chemiluminescencyjny pozwalający osiągnąć czułość do 0,001 μg/L.
Brak możliwości usunięcia zanieczyszczeń jakimi są aflatoksyny z płodów rolnych przyczynił się do opracowania szeregu metod eliminacji i unieczynniania tych mikotoksyn. Jedną z nich jest zmniejszenie ilości aflatoksyn w produktach powstałych na bazie orzeszków ziemnych, poprzez stosowanie sortowania ich przed przerobem. Orzeszki które zostały porażone przez Aspergillus flavus nie rozpadają się na dwie części po zdjęciu osłonki oraz mają zmienioną barwę. Istnieje więc możliwość maszynowego lub ręcznego odsortowania porażonych orzeszków, co zmniejsza zawartość aflatoksyn w przerabianej partii. Nie jest to jednak sposób na całkowite usunięcie aflatoksyn z produktu. Skuteczna ochrona zbóż przed chorobami ma znaczący wpływ na obniżenie zawartości mikotoksyn w ziarnie. Podkreślają również, że wczesne rozpoznanie opanowania roślin przez grzyby pleśniowe i natychmiastowe podjęcie odpowiednich zabiegów agrotechnicznych również znacząco obniża ryzyko skażenia ziarna mikotoksynami tych grzybów.
Spośród metod redukujących liczebność grzybów zasiedlających ziarno wymienia się sterylizację, przeprowadzaną przez moczenie skażonego ziarna w roztworze etanolu lub podchlorynu. Efektywność procesu wzrasta przy dodaniu do środowiska kwasu priopionowego, który jest toksyczny dla większości grzybów. Jednak jedną z najlepszych metod niszczenia aflatoksyn w ziarnie jest jego amoniakowanie. Proces pozwala skutecznie zredukować poziom tych mikotoksyn.
Stwierdzono, że wysoka temperatura w połączeniu z odpowiednią wilgotnością środowiska procesu pozwala rozłożyć aflatoksyny do produktów mniej toksycznych. Związki te wrażliwe są również na działanie promieniowania UV, które powoduje ich rozpad na związki o mniejszej toksyczności dla większości organizmów. Naukowcy wskazują na neutralizujące działanie selenu w stosunku do toksycznego efektu aflatoksyn. Selen zmniejsza hamujący wpływ AFB1 na transformację blastyczną limfocytów pobudzoną przez fitohemaglutaminę. Właściwości te związane są najprawdopodobniej ze stabilizującym wpływem selenu na kwasy nukleinowe.
Flavobacterium aurantiacum szczep NRRL B-184 wykazuje zdolność do degradacji aflatoksyn. W przeprowadzonych badaniach wykazano, że bakteria ta wykorzystała większą część aflatoksyn znajdujących się w zmodyfikowanej pożywce TGY w pierwszych 44 godzin wzrostu. Uzyskano w ten sposób ponad 70% spadek zawartości aflatoksyn w pożywce. Podobne właściwości wykazujeTetrahymena pyriformis, niektóre szczepy Bacillus subtilis i Neurospora crassa.
Michał Szlis
źródła:
1.ALPERT M.E., HUTT M.S.R., WOGAN G.N., DAVIDSON C.S. 1971. Association between aflatoxin content of food and hepatoma frequency in Uganda. Cancer, 28, s. 253-260.
2.BEREK L., PETRI I.B., MESTERHAZY A., TEREN J., MOLNAR J. 2001. Effect of mycotoxins on human immune functions in vitro. Toxicology in Vitro, 15, s. 25-30.
3.BRODA M., GRAJEK W. 2009. Mikroflora ziaren zbóż i metody redukcji skażenia mikrobiologicznego. Postępy Nauk Rolniczych, 2, s. 19-30.
4. CHEŁKOWSKI J. 1985. Mikotoksyny, wytwarzające je grzyby i mikotoksykozy. Wydawnictwo SGGW-AR, Warszawa ss. 96
5.CIEGLER A., LILLEHOJ E.B., PETERDON R.E., HALL H.H. 1966. Microbial detoxification of aflatoxin. Applied Microbiology, 14, s. 934-939.
6.HOROSZKIEWICZ-JANKA J., JAJOR E., KORBAS M.. 2008. Wpływ grzybów toksykotwórczych na wybrane cechy jakościowe plonu zbóż i rzepaku. Progress in Plant Protecttion, 48, s. 1039-1047.
7.KORBAS M., HOROSZKIEWICZ-JANKA J. 2007. Znaczenie i możliwości ograniczania szkodliwych metabolitów pochodzenia grzybowego. Progress in Plant Protection, 47, s. 141-148.
8.OLESZEK W., MALISZEWSKA-KORDYBACH B.2009. Jakość i bezpieczeństwo żywności i pasz pochodzenia roślinnego. I Kongres Nauk Rolniczych Nauka-Praktyce.
9.POKRZYWA P., CIEŚLIK E., TOPOLSKA K. 2007. Ocena zawartości mikotoksyn w wybranych produktach spożywczych. Żywność. Nauka. Technologia. Jakość., 3, s. 139-146.
10.SIMON K., PAZGAN-SIMON M.. 2008. Rak wątrobowo-komórkowy związany z zakażeniem HBV, HCV. Family Medicin and Primary Care Review, 10, s. 1068-1073.
11.THORGEIRSSON S.S., GRISHAM J.W. 2002. Molecular phatogenesis of human hepatocellular carcinoma. Nature Genetics, 31, s. 339-346.
12.VIJAYASAMUNDEESWARI A., MOHANAKUMAR M., KARTHIKEYAN M., VIJAYANANDRAJ S., PARANIDHARAN V., VELAZHAHAN R.. 2009. Prevalance of aflatoxin B1 contamination in pre- and post-hervest maize kernels, food products, poultry and livestock feeds in Tamil Nadu, India. Jurnal od Plant Protection Reserch, 49, s. 221-224.
13.YU J., CLEVELAND T.E., NIERMAN W.C., BENNETT J.W. 2005.; Aspergillus flavus genomics: gatway to human and animal health, food sefty, and resistance to diseases. Rev Iberoam Micol, 22, s. 194-202.
KOMENTARZE