Biotechnologia.pl
łączymy wszystkie strony biobiznesu
Komórkowy system sprzątający – degradacja proteasomalna i jej rola w terapii onkologicznej
Komórkowy system sprzątający – degradacja proteasomalna i jej rola w terapii onkologicznej
System ubikwityna-proteasom jest jednym z głównych szlaków selektywnie degradujących białka komórkowe i regulujących większość procesów kluczowych dla zachowania równowagi funkcjonowania komórki. Degradacji proteasomalnej ulegają między innymi białka odpowiadające za transdukcję sygnału oraz regulację metabolizmu, cyklu komórkowego i apoptozy. Zahamowanie działania systemu ubikwityna-proteasom powoduje zatrzymanie proliferacji komórek i indukcję apoptozy, szczególnie w komórkach nowotworowych, przez co jest obiecującą strategią terapii nowotworów, potwierdzoną przez wyniki badań klinicznych.

 

W komórkach eukariontów wyróżni się dwa komplementarne procesy odpowiadające za degradację rodzimych białek wewnątrzkomórkowych: degradację z udziałem lizosomów (w tym makroautofagię) oraz  degradację proteasomalną. Główną rolą lizosomów jest rozkład białek pozakomórkowych, które dostały się do wnętrza komórki poprzez endocytozę lub - w ramach ściśle regulowanej makroautofagii - białka wewnątrzkomórkowe, ale tylko w przypadku, jeśli komórka poddana jest silnemu stresowi (np. podczas głodzenia) bądź białka te są uszkodzone. Makroautofagia zaś, przeprowadzana w autolizosomach, jest kontrolowanym rozkładem dużych struktur białkowych - cytosolu i organelli, w celu pozbycia się wadliwej struktury lub pozyskania surowców strukturalnych bądź energetycznych. Proteasomy - duże, wielkocząsteczkowe kompleksy enzymatyczne utworzone z białek - są z kolei odpowiedzialne za kontrolowaną degradację białek o niższych masach cząsteczkowych, w tym białek sygnałowych o krótkim okresie półtrwania oraz białek nieprawidłowo sfałdowanych [1,2]. Występują w komórkach eukariotycznych i odgrywają główną rolę w systemie enzymatycznym, który ma za zadanie sprawną proteolityczną degradację niefunkcjonalnych, nieprawidłowo zbudowanych lub uszkodzonych białek komórkowych. Jego rola w prawidłowym funkcjonowaniu organizmu jest kluczowa, ponieważ kompleks proteasomu reguluje cykl życia wielu białek wewnątrzkomórkowych pełniących kluczową rolę w regulacji cyklu komórkowego, śmierci komórki, angiogenezy i ekspresji molekuł adhezyjnych.

 

Nie tylko lizosomy

Co ciekawe, dopiero badania podjęte na początku lat 70. ubiegłego wieku, wykazały, że komórki bakteryjne oraz niedojrzałe krwinki czerwone potrafią również rozkładać niepożądane polipeptydy, pomimo braku wewnątrzkomórkowych lizosomów [3].  W badaniach tych odtworzono w warunkach in vitro procesy rozkładu białek, które przebiegają na drodze tzw. ubikwitynozależnej proteolizy w specjalnych strukturach nazwanych wówczas proteasomami. Wewnątrz każdej komórki naszego organizmu znajduje się około 30 tys. proteasomów. Struktury te zlokalizowane są w cytoplazmie, jądrze komórkowym, skupiają się wokół centrioli, tworząc centra proteolityczne komórki. Ich liczba ulega częstym zmianom w zależności od zapotrzebowania komórki na destrukcję białek. Poza eliminowaniem białek uszkodzonych i źle sfałdowanych, proteasomy regulują także kluczowe procesy wewnątrzkomórkowe. Nieprawidłowe funkcjonowanie tych struktur może być przyczyną wielu chorób molekularnych. Zaburzenie ich funkcjonowania może powodować nadmierny rozkład białek istotnych dla przeżycia komórki lub hamowanie rozkładu i kumulacji uszkodzonych lub patologicznych białek, co prowadzi do różnych zaburzeń molekularnych. Niewłaściwe funkcjonowanie procesu proteolizy w proteasomach jest przyczyną powstawania niektórych odmian nowotworów złośliwych oraz szeregu chorób układu nerwowego takich jak choroba Alzheimera czy Parkinsona. Co istotne - komórki nowotworowe są bardziej wrażliwe na hamowanie aktywności kompleksów proteasomalnych niż komórki prawidłowe. Z tego powodu podejmowane są ciągłe próby otrzymywania inhibitorów aktywności proteasomów, które można wykorzystać w terapii nowotworów [4].

 

Ubikwitynacja – naznaczanie białek do degradacji

Białka ulegają biodegradacji w proteasomach nie w sposób przypadkowy, a proteasom stanowi główny element systemu określanego jako system ubikwityna-proteasom (UPS). Przez wiele lat odkrycie mechanizmów komórkowego rozpoznawania i kierowania niepotrzebnych białek do rozkładu stanowiło cel wielu grup naukowych na całym świecie. Okazało się, że w komórkach istnieje pewnego rodzaju kontrola jakości białek. Wiadomo, że w komórkach znajdują się specyficzne enzymy wyszukujące białka, które należy rozłożyć, natomiast inne enzymy powodują odpowiednie wyznakowanie, które pomaga w rozpoznaniu przez proteasom danego polipeptydu, który ma ulec destrukcji. Mechanizm wyznakowania białek jest ściśle związany z wymagającą energii reakcją przyłączania specyficznych cząsteczek białkowych zwanych ubikwityną (Ub), a proces przyłączania tych cząsteczek nazywany jest ubikwitynacją lub ubikwityzacją. Proces ten może przebiegać zarówno w cytoplazmie, jak i w jądrze komórkowym [6]. Ubikwityna (Ub) jest małocząsteczkowym białkiem o masie 8,5 kDa, składającym się z 76 reszt aminokwasowych.

Przyłączenie do białka tylko jednej cząsteczki Ub jest bardzo słabym sygnałem degradacji. Największe znaczenie ma poliubikwitynacja, a poliubikwitynowe łańcuchy pełnią funkcję znacznika białek. Białko docelowe z ogonem poliubikwitynowym jest rozpoznawane przez proteasom, który wciąga wyznakowane białka do swego wnętrza powodując jego rozkład. Ubikwitynacji podlegają białka uszkodzone, zdeformowane, zdenaturowane i nieprawidłowo funkcjonujące oraz białka obce dla komórki np. białka wirusowe. Proces ubikwitynacji jest pierwszym etapem w szlaku degradacji danego białka w komórce [6]. Należy dodać, że w szczególnych przypadkach rozkład białek komórkowych może być hamowany przez proteazy specyficzne dla ubikwityny (Ub-specific processing proteases – UBPs). Blisko 20 enzymów pełniących taką funkcję może zetrzeć piętno śmierci poprzez odłączenie cząsteczek ubikwityny od naznaczonego białka, nawet w miejscu degradacji, tj. w kompleksie proteosomu [7].

 

Sygnały destrukcji – czyli „dlaczego ja?”

Można zadać zatem pytanie, co decyduje o tym, że białko zostaje naznaczone i degradowane oraz jak enzymy biorące udział w procesie ubikwitynacji rozpoznają  to właściwe białko, które ma zostać przeznaczone do degradacji? Badania wykazały, że o okresie półtrwania białek cytoplazmatycznych w komórce decydują istotnie reszty aminokwasowe występujące na końcach aminowych degradowanych białek. W wielu przypadkach białka podlegające specyficznej degradacji posiadają na N-końcu odpowiednią sekwencję aminokwasową złożoną z 8-10 aminokwasów nazywaną sygnałem destrukcji, a zależność tę nazywamy regułą N-końca. Motyw ten umożliwia rozpoznanie białek kierowanych do destrukcji za pomocą specyficznych białek rozpoznających (E3), które wiążą się z aminokwasami zlokalizowanymi w sekwencji destrukcyjnej. Reszty, takie jak arginina lub leucyna silnie stymulują ubikwitynację, a białko takie jest niestabilne. Natomiast reszty aminokwasowe na N-końcu, takie jak metionina lub prolina działają odwrotnie [8]. Innym rodzajem genetycznego sygnału, który determinuje czas trwania białka jest obecność fragmentu sekwencji ubikwityny na N-końcu białka docelowego. Białka, które posiadają zakodowaną w DNA taką sekwencję ubikwityny, podlegają obligatoryjnej degradacji (ubiquitin fusion degradation – UFD). Taka metaboliczna niestabilność białek jest właściwością np. enzymów dokonujących naprawy uszkodzonego DNA, których aktywność przetrwała do momentu replikacji i mogłaby spowodować powstanie mutacji. Następnym znanym sygnałem degradacji jest tzw. kaseta destrukcyjna D-box, sekwencja ta występuje w niektórych cyklinach i decyduje o degradacji białek uczestniczących w cyklu komórkowym. Szybka degradacja czynników transkrypcyjnych jest konieczna dla zachowania zdolności do zmiany tempa transkrypcji wielu genów. Następnym sygnałem jest sekwencja PEST (Pro-Glu- Ser-Thr), zawierająca prolinę, kwas glutaminowy, serynę i treoninę. Obecna jest ona aż w 1/3 wszystkich znanych sekwencji kodujących [8]. Nowo syntetyzowane białka, które nie osiągnęły jeszcze swego dojrzałego kształtu, są chronione przed ubikwityzacją za pomocą specyficznych białek zwanych chaperonami. Białkowe chaperony pomagają przy zwijaniu się nowo powstających łańcuchów aminokwasowych do właściwej konformacji, która decyduje o ich aktywności w komórce [9,10]. Denaturacja lub nieprawidłowe fałdowanie białek ujawnia najprawdopodobniej sygnały degradacji, które w prawidłowej cząsteczce są ukryte wewnątrz przestrzennej struktury. Wydaje się, że większość polipeptydów komórki ma w swojej sekwencji sygnały destrukcji, które ujawniają się w następstwie przyjmowania nieprawidłowej konformacji białka, co powoduje uruchamianie procesów degradacji [11].

 

Aspekty kliniczne

Degradacja zbędnych białek przez proteasomy stanowi istotny wewnątrzkomórkowy system kontroli, który zapobiega nagromadzaniu się nieprawidłowych i toksycznych białek w komórce. Zaburzenie funkcjonowania tego systemu znacząco odbija się na równowadze organizmu i prowadzi do wielu schorzeń, także tych o podłożu genetycznym. O nieprawidłowym działania systemu proteasomalnego mówi się w przypadku mukowiscydozy, która jest spowodowana mutacją w genie kodującym białko błony komórkowej, pełniące funkcję kanału błonowego dla transportu jonów chlorkowych. Mutacja tego białka powoduje zmianę konformacji, co stymuluje jego rozkład w proteasomach przed wbudowaniem do błony komórkowej. Na skutek braku przenośnika jonów chlorkowych w płucach i innych narządach u osób chorych na mukowiscydozę zbiera się lepki śluz. W przypadku wielu chorób przyczyną powstawania zmian jest także niezdolność proteasomów do rozkładu patologicznych białek [12]. Badania wykazały,  że w przypadku chorób neurodegeneracyjnych, takich jak choroba Parkinsona, Alzhaimera czy Huntingtona to właśnie nieprawidłowo działające proteaosmy powodują powstanie  w neuronach złogów nieprawidłowych białek [13]. W procesie nowotworzenia komórki  tracą swoją stabilność genetyczną i syntetyzują znaczące ilości nieprawidłowych białek. Zablokowanie rozkładu takich białek przez inhibicję proteasomów powoduje ich akumulację w świetle siateczki śródplazmatycznej doprowadzając do aktywacji kaspaz i śmierci komórki. Zrozumienie tego procesu stało się początkiem wykorzystania  związków hamujących aktywność proteasomów w terapii nowotworowej [40]. Wyniki doświadczeń wskazują, że zasadnym byłoby także wykorzystanie pomiaru stężenia i aktywności proteasomów do monitorowania wyników leczenia pacjentów. Liczne doniesienia literaturowe wykazują obniżenie stężenia i aktywności proteasomów po zastosowaniu chemioterapii w stosunku do wartości uzyskanych przed włączeniem leczenia u pacjentów chorych na szpiczaka plazmocytowego odpowiadających na leczenie [14].

 

Skutki inhibicji proteasomów

Jak wspomniano, ogrom procesów komórkowych ściśle związany jest z funkcjonowaniem proteasomu i szlaku UPS, w związku z czym inhibicja proteasomu znacząco wpływa na wzrost komórek, regulację cyklu komórkowego i apoptozę. Spośród wielu skutków hamowania jego działania, na przykładzie proteasomu 26 S, można wymienić:

Wpływ na wzrost komórek i procesy starzenia - inhibicja proteasomu obniża transkrypcję głównych cząsteczek związanych z kaskadami sygnałowymi, związanymi ze wzrostem i przeżyciem komórek, np. następuje obniżenie ekspresji insulinopodobnego czynnika wzrostu 1 (IGF-1), jego receptora (IGF-1R) i cząsteczek regulujących (np. substrat receptora insu­linowego IRS-1). Szlak sygnalizacji związany z IGF-1 promuje wzrost komórek w niektórych nowotworach (np. w szpiczaku mnogim), ich przeżycie i oporność na niektóre leki. IGF-1 jest wytwarzanym przez komórki gospodarza czynnikiem wzrostu umożliwiającym wędrówkę komórek nowotworowych podczas metastazy. Podobnie jak interleukina 8 (IL-8) i histamina, IGF-1 może powodować zmiany kształtu komórek, rearanżację cytoszkieletu, zmiany w adhezji komórek i płynności błon, umożliwiające powstanie przerzu­tów. Szlaki sygnalizacyjne związane z insuliną i czynnikiem IGF-1 odgrywają także istotną rolę w procesach starzenia. Stymulacja komórek za pomocą IGF-1 powoduje wzrost aktywności proteasomu [15]. Wydaje się, że odpowiedni poziom IGF-1 odgrywa zatem rolę w zależnym od proteasomu usuwaniu utlenionych białek w komórkach nerwowych. Zahamowanie aktywności proteasomu może być zatem zarówno konsekwencją, jak i jedną z przyczyn procesów starzenia.

Wpływ na apoptozę - wyniki eksperymentów wskazują na istnienie przynajmniej pięciu mechanizmów apoptozy, związanej z regulacją systemu proteasomu 26S. Pierwszy z nich wskazuje, że obniżenie aktywności proteasomu prowadzi do podwyższenia poziomu białka inhibitorowego li­ganda Fas (FLIP), co sprzyja apoptozie, przez zwiększenie aktywacji kaspazy 8. Drugi mechanizm nie wiąże się bezpośrednio z inhibicją proteasomu, lecz z ochroną degradacji białka BAX poprzez jego dimeryzację (podczas gdy w prawidłowych komórkach jest ono monomeryczne). BAX przemieszcza się wówczas do wnętrza mitochondrium, sprzyjając uwalnianiu cytochromu c i drugiego mitochondrialnego aktywatora kaspaz, SMAC. Konsekwencją tych zdarzeń jest aktywacja kaspazy 9 i tworzenia apoptosomu [16]. Trzeci mechanizm związany jest z hamowaniem degradacji białka IκB, co z kolei hamuje aktywność transkrypcyjną czynnika transkrypcyjne­go NF-κB i prowadzi do obniżenia ekspresji białek an­tyapoptotycznych, takich jak Bcl-2, A1 oraz inhibitora kaspazy 9 XIAP [17]. Prowadzi to w konsekwencji do uwolnienia cytochromu c do cytosolu i aktywacji kaska­dy kaspaz, stymulując apoptozę. Kolejny szlak apoptozy związany jest z nagromadzeniem innych substratów proteasomu, takich jak: kinaza JNK i czynnik c-myc. Stabilizacja JNK prowadzi do zwiększonej fosforylacji c-Jun i podnosi zdolność wiązania się AP-1 do DNA, co prowadzi do podwyższonej ekspresji receptora śmierci Fas. Jednocześnie wzrasta również ekspresja FasL, zależ­na od czynnika transkrypcyjnego c-myc, który również gromadzi się wskutek inhibicji proteasomu. Przyłącze­nie FasL do Fas uaktywnia kaspazę 8, która jest główną kaspazą apoptozy, prowadząc nieuchronnie do kontro­lowanej śmierci komórki. Wreszcie, inhibicja proteasomu skutkuje zwiększeniem poziomu białka p53, które z kolei powoduje wzrost ekspresji wielu czynników pro­apoptotycznych (np. Bax) i obniża ekspresję czynników antyapoptotycznych. Białko p53 wpływa również na przebieg cyklu komórkowego poprzez transaktywację białka p21 [18].

Wyniki tych licznych doświadczeń wyraźnie wskazują zatem, że inhibicja proteasomu może indukować apoptozę zarówno przez aktywację szlaku mitochondrialnego (wewnątrzkomórkowego), jak i receptorowego (zewnątrzkomórkowego).

Wpływ na cykl komórkowy - degradacja cyklin zależna od proteasomu jest jednym z głównych mechanizmów odpowiedzialnych za regulację cyklu komórkowego – tak kluczowego dla procesu nowotworzenia. Zależne od cyklin kinazy CDK wiążą się do cyklin, które ulegają ekspresji tylko w specyficznych momentach cyklu, tworząc enzymatyczny kompleks cyklina/CDK. Kompleks ten jest kontrolowany przez inhibitory CDK: p21WAF1 i p27KIP1,19, które są substratami proteasomu. Inhibicja proteasomu skutkuje nagromadzeniem inhibitorów CDK, co prowadzi do zatrzymania cyklu komórkowego [19].

Wpływ na pompy błonowe i zjawisko oporności wielolekowej (MDR) - zjawisko oporności wielolekowej w komórkach nowotworowych związane jest z nadmierną aktywnością glikoproteiny P (PgP), wypompowującej leki poza komórkę, co skutecznie zmniejsza ich stężenie i tym samym efektywność terapii. Wykazano, że proteasom 26S bierze udział w procesie dojrzewania glikoproteiny P [20]. Ponadto badania wykazały, że inhibitory proteasomów zmniejszają aktywność transporterów błonowych z rodziny ABC (ATP-binding cassette), do których należy glikoproteina P. Taką aktywność wykazywał syntetyczny peptyd MG132 w komórkach raka żołądka linii SGC7901/VCR [21]. Wcześniej wykazano, że zarówno MG132, jak i bortezomib hamuje aktywność PgP poprzez szlak kinaz MAP i czynnika NF-κB w komórkach raka piersi MCF7 [22]. Podobne działanie bortezomibu w liniach wykazujących nadekspresję MDR1, KB 8-5 i K 562/i-S9 wykazano w badaniach Panischevej i wsp., wskazując jednak na oddziaływanie tego leku na białko YB-1 [23]. Takie działanie inhibitorów proteasomu sugeruje ich zastosowanie w terapii skojarzonej w celu zwiększenia efektów i obniżenia zjawiska oporności wielolekowej. Dodatkowo, inhibitory proteasomów zwiększają przeciwnowotworowe działanie leków, takich jak doksorubicyna, antracykliny, co wiąże się z wpływem na aktywność NF-κB i intensywność przekazywania sygnału przez komórki nowotworowe [24].

Indukcja makroautofagii i ekspresji białek szoku cieplnego -  ze względu na fakt że,  proteasomy pełnią istotną rolę w homeostazie komórki, ich inhibicja może uruchomić mechanizmy adaptacyjne zwiększające szanse komórki na przeżycie. Inhibitory proteasomu prowadzą do wzrostu transkrypcji genów kodujących białka z rodzin HSP90, HSP70, HSP40, HSP28, HSP apg-1 i mitochondrialnego HSP75. Białka te, należące do białek opiekuńczych - chaperonów, pełnią znaczącą rolę w rozwijaniu się mechanizmów oporności na związki terapeutyczne. Komórki nowotworowe traktowane inhibitorami proteasomu dążą do kompensowania obniżonej aktywności tej proteazy przez zwiększanie jej syntezy i syntezy cząsteczek chaperonowych. Takie zachowanie może być dowodem na niezbędność proteasomu do przeżycia komórki oraz sugerować możliwość użycia inhibitorów chaperonów w celu wzmocnienia terapii inhibitorami proteasomów [25].

 

Inhibitory proteasomów w klinice

Inhibitory proteasomów otrzymano po raz pierwszy pod koniec lat 80. ubiegłego wieku. Początkowo używane były jedynie jako narzędzia laboratoryjne w badaniach aktywności proteasomów w komórce w celu określenia ich roli w procesach komórkowych [27]. Wyróżnia się kilka sposób działania inhibitorów proteasomów. W jednym przypadku inhibitor może inaktywować centrum aktywne proteasomu w wyniku przyłączenia się do aminokwasu pełniącego funkcje katalityczne, tj. N-terminalnej treoniny. Blisko N-terminalnej treoniny znajduje się kilka kieszeni rozpoznających i przyłączających ubikwitynowane białka przeznaczone do degradacji. Do tych kieszeni mogą się również przyłączać inhibitory proteasomów blokując tym samym przyłączanie substratów [28]. Wiele inhibitorów może wykazywać podwójny mechanizm działania w stosunku do proteasomów, tj. blokować miejsce przyłączania degradowanych białek i modyfikować N-terminalną treoninę. Celowanie terapii wobec szlaku ubikwityno-proteasomowego jeszcze niedawno - bo w latach 90. ubiegłego wieku - spotykało się z dużą dezaprobatą ze względu na fakt, że szlak ten odgrywa istotną rolę w prawidłowej homeostazie komórkowej. Jednak  już pierwsze podejmowane wówczas badania w warunkach in vivo wykazały, że inhibitory proteasomów wykazują istotne działanie przeciwnowotworowe przy stosunkowo małej toksyczności [29]. Do tej pory odkryto i opisano kilka inhibitorów proteasomów. Jednym z nich jest np. laktacystyna, która jest nieodwracalnym inhibitorem podjednostki katalitycznej β proteasomu. Związek ten indukuje apoptozę ludzkich komórek monoblastycznych [30]. Innym jest benzylooksykarbonylo-( Z)-Leu-Leu-leucynal, który jest tripeptydo-aldehydowym inhibitorem proteasomów indukującym w komórkach białaczkowych apoptozę zależną od białka p53. Powyższe inhibitory charakteryzują się małą swoistością w działaniu i z tego względu podjęto badania w celu zaprojektowania i otrzymania związków hamujących szlak proteasomów w sposób bardziej swoisty. Związkami tymi okazały się pochodne kwasu boronowego [31]. Kluczowym związkiem jest dipeptyd kwasu boronowego – bortezomib (kwas N-pyrazynokarbonylo-Lfenyloalanino-L-leucyno-boronowy, nazywany wcześniej PS-341). Związek ten odznacza się dużą swoistością oraz szybko i odwracalnie hamuje chymotrypsynopodobną aktywność kompleksu proteasomalnego 20S. Aktywność bortezomibu wykazano w wielu typach nowotworów. Badania potwierdziły, że jest on bardziej cytotoksyczny dla proliferujących komórek nowotworowych niż komórek prawidłowych [32]. Działanie bortezomibu  polega na hamowaniu aktywności czynnika transkrypcyjnego NF-κB indukując tym samym apoptozę komórek nowotworowych. W wyniku pobudzania komórek, np. przez cytokiny, stres środowiskowy, chemioterapię, radioterapię, dochodzi do aktywacji kaskady sygnałów, które aktywują kinazę białkową IKK. Następnie IKK fosforyluje dwie reszty serynowe w N-końcowej domenie regulatorowej inhibitora i zostaje rozpoznany przez ligazę ubikwitynową E3, która poddaje inhibitor ubikwitynacji. Tak naznaczone białko jest degradowane w proteasomie. Degradacja inhibitora I-κB wywołuje aktywację NF-κB, który przemieszcza się z cytoplazmy do jądra komórkowego, gdzie nasila transkrypcję genów odpowiedzialnych za syntezę cytokin prozapalnych, białek antyapoptotycznych, molekuł adhezyjnych, białek biorących udział w procesie angiogenezy. NF-κB hamuje także transkrypcję genów odpowiedzialnych za syntezę białek proapoptotycznych [33].

Bortezomib jest zarejestrowany do leczenia chorych na szpiczaka plazmocytowego (MM, multiple myeloma), którzy byli poddani przynajmniej jednemu cyklowi leczenia, a od niedawna do leczenia pacjentów z nowo rozpoznanym szpiczakiem plazmocytowym [34]. Należy jednak podkreślić, iż bortezomib indukuje apoptozę nie tylko komórek nowotworowych szpiczaka plazmocytowego, ale również raka trzustki, stercza, jajnika oraz raka głowy i szyi. Podejmowane są także badania z zastosowaniem tego inhibitora w różnego typu chłoniakach oraz nowotworach złośliwych, takich jak czerniak złośliwy, mięsak, niedrobnokomórkowy rak oskrzela, rak stercza, jajnika, piersi, płuc, nerek, okrężnicy, żołądka i nowotwór centralnego układu nerwowego [35].

 

Istnieją jednak pewne ograniczenia

Badania wykazują, że prawidłowa aktywność proteasomów reguluje wiele kluczowych procesów biochemicznych w komórce. Z tego względu hamowanie ich aktywności przez inhibitory może dawać wiele efektów ubocznych. Bez wątpienia potrzebne są szczegółowe badania funkcji proteasomów, które pomogą w pełni ocenić ryzyko używania w terapii czynników hamujących aktywność działanie tych struktur. Z kolei wiedza zebrana na ten temat znacznie ułatwi projektowanie specyficznych inhibitorów, które będą wykorzystane do hamowania ściśle określonych procesów komórkowych w danej jednostce chorobowej. Należy także zwrócić uwagę na liczne doniesienia o skutkach inhibicji proteasomu w komórkach nerwowych. Istotnym efektem ubocznym stosowania inhibitorów proteasomu może być sprzyjanie rozwojowi chorób neurodegeneracyjnych i indukcja apoptozy neuronów, pod warunkiem jednak, że dany inhibitor będzie w stanie przekroczyć barierę krew-mózg. Może to dodatkowo wykluczać możliwość stosowania tych związków w nowotworach układu nerwowego. Bez wątpienia jednak konieczne są dalsze badania dotyczące wpływu inhibitorów proteasomu na układ nerwowy człowieka, przy czym istotną zmienną może w tym przypadku być zarówno stężenie osiągane w neuronie, jak i czas działania na jaki wystawiane są te komórki.

 

Kandydaci do skojarzonej terapii

Inhibitory proteasomu są bez wątpienia ciekawą i unikalną klasą związków, które wykazują mechanizm działania znacznie odbiegający od klasycznie stosowanych czynników chemioterapeutycznych. Co istotne, związki te wykazują zdolność silniejszego oddziaływania na komórki transformowane niż na zdrowe, zwiększają wrażliwość komórek nowotworowych na chemioterapeutyki i pokonują oporność wielolekową. Wyniki badań klinicznych wskazują, że inhibicja proteasomów może się stać obiecującą strategią terapeutyczną w leczeniu nowotworów, szczególnie w leczeniu szpiczaka mnogiego (MM) opornego na chemioterapię.  Wspomniane cechy tych związków czynią je idealnymi kandydatami do stosowania w skojarzonej terapii przeciwnowotworowej - zarówno w połączeniu z konwencjonalnymi chemioterapeutykami, jak i z inhibitorami proteasomu należącymi do innych grup. Pomimo faktu, że proteasom 20S jest główną strukturą systemu UPS, nie jest jedynym jego elementem, którego aktywność można zahamować. Pojawia się coraz więcej doniesień na temat możliwości hamowania enzymów E1, E2 i E3, a więc czynników zapewniających aktywację ubikwityny, rozpoznanie substratu i jego sprawną ubikwitynylację. Szczególne nadzieje wiąże się z selektywną inhibicją enzymów klasy E3, które są odpowiedzialne za rozpoznanie specyficznego substratu przeznaczonego do degradacji.

Mówiąc o inhibitorach proteasomów warto także podkreślić istnienie tych naturalnego pochodzenia. Do grupy takich związków należą m.in. kurkumina, kapsaicyna, flawonoidy czy estry kwasu galusowego, których zastosowanie w diecie może mieć istotny wpływ na chemioprewencję nowotworów.

Źródła
  1. Deanna M., Koaneepp J.: Cell, vol. 97 ,4, 431-434, 1999.
  2. Wu W.K., Sakamoto K.M., Milani M., Aldana-Masankgay G., Fan D., Wu K., Lee C.W., Cho C.H., Yu J., Sung J.J.: Macroautophagy modulates cellular response to proteasome inhibitors in cancer therapy. Drug Resist. Updat., 2010; 13: 87-92
  3. Goldberg A.L.: Science 268, 522-532, 1995.
  4. Brooks P., Fuertes G., Murray R.Z.: Biochem. J., 346, 155-161, 2000.
  5. Ciechanover A.: The ubiquitin-proteasome proteolytic pathway. Cell, 1994; 79: 13-21
  6. Crawford L.J., Walker B., Irvine A.E. Proteasome inhibitors in cancer therapy. J. Cell Commun. Signal., 2011; 5: 101-110
  7. DeMartino G.N., Slaughter C.A.: The proteasome, a novel protease regulated by multiple mechanisms. J. Biol. Chem., 1999; 274: 22123-22126
  8. Hochstrasser M.: Natl Cell Biol vol. 2, 153-157, 2000.
  9. Chengkai D.: Cell, vol6, 1005-1018, 21 IX. 2007.
  10. Whitesell L., Lindquist S.: Nature Reviews Cancer vol. 10, 761-772, 2005.
  11. Jurczyszyn A., Skotnicki B.: Adv Clin Exp Med., 15.2 .309-320, 2006
  12. Adams J., Palombella V.J.: Invest New Drugs, 18, 109-121, 2000.
  13. Michał Maliński, Michał Cichocki. Inhibicja aktywności proteasomu jako nowa strategia w terapii i chemioprewencji nowotworów. Postepy Hig Med Dosw. (online), 2013; 67: 90-106
  14. Yang Y., Peterson P.A.: J. Biol.Chem. 270, 27687-27694. 1995.
  15. Löw P.: The role of ubiquitin-proteasome system in ageing. Gen. Comp. Endocrinol., 2011; 172: 39-43
  16. Zhang H.G., Wang J., Yang X., Hsu H.C., Mountz J.D.: Regulation of apoptosis proteins in cancer cells by ubiquitin. Oncogene, 2004; 23: 2009-2015
  17. Wolf D.H., Hilt W.: The proteasome: a proteolytic nanomachine of cell regulation and waste disposal. Biochim. Biophys. Acta, 2004; 1695: 19-31
  18. Orlowski R.Z.: The role of the ubiquitin-proteasome pathway in apoptosis. Cell Death Differ., 1999; 6: 303-313
  19. Richardson P.G., Mitsiades C., Hideshima T., Anderson K.C.: Proteasome inhibition in the treatment of cancer. Cell Cycle, 2005; 4: 290-296
  20. Voorhees P.M., Dees E.C., O'Neil B., Orlowski R.Z.: The proteasome as a target for cancer therapy. Clin. Cancer Res., 2003; 9: 6316-6325
  21. Zhang Y., Shi Y., Li X., Du R., Luo G., Xia L., Du W., Chen B., Zhai H., Wu K., Fan D.: Proteasome inhibitor MG132 reverses multidrug resistance of gastric cancer through enhancing apoptosis and inhibiting P-gp. Cancer Biol. Ther., 2008; 7: 540-546
  22. Fujita T., Washio K., Takabatake D., Takahashi H., Yoshitomi S., Tsukuda K., Ishibe Y., Ogasawara Y., Doihara H., Shimizu N.: Proteasome inhibitors can alter the signaling pathways and attenuate the P-glycoprotein-mediated multidrug resistance. Int. J. Cancer, 2005; 117: 670-682
  23. Panischeva L.A., Kakpakova E.S., Rybalkina E.Y., Stavrovskaya A.A.: Influence of proteasome inhibitor bortezomib on the expression of multidrug resistance genes and Akt kinase activity. Biochemistry, 2011; 76: 1009-1016
  24. Orlowski R.Z., Small G.W.: J. Biol Chem 277, 27864-27871, 2002.
  25. Dou Q.P., Nam S.: Exp. Opin.Ther. Patents 10, 1263-1272, 2000.
  26. Wu W.K., Sakamoto K.M., Milani M., Aldana-Masankgay G., Fan D., Wu K., Lee C.W., Cho C.H., Yu J., Sung J.J.: Macroautophagy modulates cellular response to proteasome inhibitors in cancer therapy. Drug Resist. Updat., 2010; 13: 87-92
  27. Lowe J., Stock D.: Science 268, 533-539, 1995
  28. Dou Q.P., Nam S.: Exp. Opin.Ther. Patents 10, 1263-1272, 2000.
  29. Orlowski R.Z., Small G.W.: J. Biol Chem 277, 27864-27871, 2002.
  30. Orlowski RZ, Eswara JR, Lafond-Walker A.: Cancer Res, 58: 4342-4348,1998.
  31. Orlowski M, Wilk S: Arch Biochem Biophys, 383: 1-16, 2000
  32. Goldberg A.L.: Science 268, 522-532, 1995.
  33. Borman S.: Chemical and Engineering News, vol. 78, 12, 43-47, 2000.
  34. Budd GT, Adamson PC, Gupta M.: Clin Cancer Res. 4, 635-642, 1998.
  35. Dou Q.P., Nam S.: Exp. Opin.Ther. Patents 10, 1263-1272, 2000
KOMENTARZE
news

<Kwiecień 2017>

pnwtśrczptsbnd
28
29
Targi EuroLab
2017-03-29 do 2017-03-31
Dobra Praktyka Pipetowania
2017-03-29 do 2017-03-29
2
5
6
VI Konferencja Biologii Molekularnej
2017-04-06 do 2017-04-08
8
Wprowadzenie do analizy danych RNA-Seq
2017-04-08 do 2017-04-09
9
10
12
V DISTRIBUTION & LOGISTICS FOR PHARMA
2017-04-12 do 2017-04-13
13
14
15
16
17
18
19
20
21
23
VI EDUKACYJNY KONGRES KOSMETYCZNY
2017-04-23 do 2017-04-23
24
28
29
30
Newsletter